Abstract

Introdução

O crescimento e expressão de células-tronco cancerosas (CSCs) dependem de muitos fatores no microambiente do tumor. O objetivo deste trabalho foi investigar o efeito do tecido de origem células cancerosas “na rigidez da matriz ótima para o crescimento CSC e expressão do marcador em um diacrilato modelo de polietilenoglicol (PEGDA) hidrogel sem a interferência de outros fatores no microambiente.

Métodos

foram usadas células de osteossarcoma humano MCF7 e MDA-MB-231 de carcinoma da mama, colo-rectal HCT116 carcinoma gástrico e AGS, e U2OS. As células foram encapsuladas em géis PEGDA com módulos de compressão na gama de 2-70 kPa e optimizado densidade de sementeira de células de 0.6×10

6 células /ml. Micropatterning foi usada para optimizar o crescimento das células encapsuladas no que diz respeito ao tamanho médio tumorsphere. A sub-população CSC das células encapsuladas foi caracterizado por número de celular, tumorsphere tamanho e número densidade e expressão de mRNA de marcadores CSC.

Resultados

A rigidez matriz ideal para o crescimento e expressão do marcador da CSC sub-população de células cancerosas foi de 5 kPa para MCF7 mama e MDA231, 25 kPa para HCT116 colorectal e AGS gástricos, e 50 kPa para as células U2OS óssea. A conjugação de um péptido de ligação a CD44 do gel parou tumorsphere formação de células de cancro a partir de tecido de origem diferente. A expressão de fatores de transcrição YAP /TAZ pelas células cancerosas encapsulados foi maior na rigidez ideal indicando uma ligação entre os transdutores hipopótamo e crescimento CSC. O tamanho tumorsphere média ideal para o crescimento e marcador de expressão CSC foi de 50 mm.

Conclusão

O marcador de resultados de expressão sugerem que a sub-população CSC das células cancerosas reside dentro de um nicho com óptima rigidez que depende de tecido de origem das células cancerosas “

Citation:. Jabbari E, Sarvestani SK, Daneshian L, Moeinzadeh S (2015) Optimum 3D matriz de rigidez de Manutenção de células-tronco cancerosas é dependente de tecido de origem das células cancerosas. PLoS ONE 10 (7): e0132377. doi: 10.1371 /journal.pone.0132377

Autor: Adam J. Engler, Universidade da Califórnia, San Diego, Estados Unidos

Recebido: 02 de março de 2015; Aceito: 13 de junho de 2015; Publicação: 13 de julho de 2015

Direitos de autor: © 2015 Jabbari et al. Este é um artigo de acesso aberto distribuído sob os termos da Licença Creative Commons Attribution, que permite uso irrestrito, distribuição e reprodução em qualquer meio, desde que o autor original ea fonte sejam creditados

Disponibilidade de dados: Todos os dados relevantes estão dentro do papel

Financiamento:. Este trabalho foi apoiado por bolsas de investigação para EJ da National Science Foundation, Grant No. CBET1403545 e os Institutos Nacionais de Saúde, Grant No. AR063745. As agências de financiamento não têm qualquer papel na concepção experiências ou na preparação deste manuscrito

Conflito de interesses:.. Os autores indicam não haver potenciais conflitos de interesse

Introdução

A fator importante que contribui para a mortalidade por câncer é recaída após a cirurgia, radioterapia ou terapia medicamentosa [1,2]. recorrência do câncer de mama afeta 30% dos pacientes [3] enquanto que até 50% dos pacientes com câncer colorretal experimentar recaída [4]. Acredita-se que malignidade em cancro a ser relacionada com a existência de uma pequena sub-população de células estaminais (CSCs) no tumor com elevada resistência à terapia do cancro [5]. Em consonância com isso, o cancro da mama triplo-negativo mais agressivo ou metastático fase III de câncer de cólon tem a maior sub-população de CSCs entre tipos diferentes [6,7]. Portanto, compreender os fatores no microambiente tumoral que contribuem para o crescimento CSC é fundamental para o tratamento do cancro [8].

Substrato rigidez afeta compromisso linhagem e destino das células-tronco [9]. Um substrato macio dirige a diferenciação de células estaminais mesenquimais (MSCs) para a linhagem neurogénica enquanto que um substrato com rigidez intermediária e alta leva a diferenciação das MSCs em linhagens miog�icas e osteogénicas, respectivamente [10]. Substrato rigidez afecta também o destino das células malignas [11], como a rigidez de ErbB2 hiperplásico sobre-expressando células epiteliais de mama humana MCF10AT aumentada em resposta a uma maior rigidez da matriz de colagénio [12]. O papel de rigidez da matriz 3D sobre o crescimento e expressão do marcador de CSC sub-população de células de cancro a partir de diferentes linhas celulares não foi investigado e a relação entre a rigidez da matriz, o crescimento do CSC, e epitelial para mesenquimal (EMT) não é conhecida.

uma vez que o processo de iniciação do câncer pode levar um longo tempo e é difícil de estudar in vivo, in vitro sistemas de cultura têm sido desenvolvidos para estudar CSCs. CSCs cultivadas em suspensão sobre um substrato não-aderentes são morfologicamente diferentes em comparação com os do tecido tumoral [13]. componentes da MEC naturais são amplamente utilizados como uma matriz 3D para promover in vivo como morfogênese dos CSCs [14], mas biológicos matrizes são variáveis ​​inerentemente em composição e variações na composição da matriz pode alterar a densidade ligando /receptor [11]. Além disso, as interacções ligando-receptor e estímulos químicos em matrizes biológicas frequentemente mascarar o efeito de estímulos mecânicos nas células [15]. Nós já demonstrou que CSCs de mama crescer seletivamente em não aderente de polietileno glicol diacrilato géis (PEGDA) e tumorspheres formam quando as células cancerosas são encapsulados em gel [16,17]. Devido à ausência de interacção ligando-receptor, a população de células não estaminais das células encapsuladas não cresceu no gel que levou a um enriquecimento selectivo de CCC. Nós anteriormente observado uma relação entre bifásica a expressão dos marcadores de CSC e rigidez da matriz de células de cancro da mama [16]. A alteração na rigidez do tecido com a progressão do cancro pode ser uma resposta intrínseca pelo sub-população CSC para optimizar o crescimento e expressão de marcadores de células estaminais. células de carcinoma colorrectal humano HCT8 exibiram um fenótipo metastático na gama de 20-50 kPa rigidez [18] enquanto que as células de osteossarcoma interagiu com substratos optimamente a 55 kPa rigidez [19]. Nossa hipótese é que a rigidez da matriz ideal para o crescimento e expressão de marcadores CSC dependia de tecido de origem das células cancerosas “. Portanto, o objetivo deste trabalho foi investigar o efeito da rigidez gel no crescimento e expressão do marcador da CSC sub-população de células cancerígenas derivadas de diferentes tecidos. As células cancerígenas testadas foram MCF7 e MDA-MB-231 de adenocarcinoma da mama, carcinoma colo-rectal HCT116, adenocarcinoma gástrico AGS, e U2OS linhas de células humanas de osteosarcoma com a linha celular MCF10A epiteliais não-tumorigénico utilizado como controlo. Micropatterning foi usado para controlar o tamanho médio das colónias formadas por CSC as células cancerosas em gel de PEGDA.

Materiais

Linear polietileno-glicol (PEG) Materiais e Métodos com

peso molecular (MW) de 3,4 kDa foi adquirido a partir de Acros (Pittsburg, PA). 4- (2-hidroxietoxi) fenil- (2-hidroxi-2-propil) cetona (Irgacure-2959) foto iniciador era da CIBA (Tarrytown, NY). cloreto de acriloílo (Ac) e hidreto de cálcio eram de Sigma-Aldrich (St. Louis, MO). Os aminoácidos protegidos e resina Rink Amida NovaGel foram recebidos a partir de EMD Biosciences (San Diego, CA). Piperidina, tetra-hidrofurano (THF), trimetilsilano (TMS), trietilamina (TEA), o ácido acrílico, dimetilsulfóxido (DMSO), e sal dissódico de ácido etilenodiaminotetracético (EDTA) eram da Sigma-Aldrich. N, N-dimetilformamida (DMF), acetonitrilo (MeCN), N, N-diisopropiletilamina (DIEA), N, N’-diisopropilcarbodiimida (DIC), triisopropilsilano (TIPS), N, N-dimetilaminopiridina (DMAP), hidroxibenzotriazole (HOBt ), diclorometano (DCM), e ácido trifluoroacético (TFA) foram recebidos a partir de Acros. Spectro tubo de diálise /Por (MW cutoff 3,5 kDa) foi de Espectro Laboratories (Rancho Dominguez, CA).

MCF7 adenocarcinoma da mama (HTB-22), MDA-MB-231 (HTB-26, daqui em diante designado por MDA231) adenocarcinoma de mama, HCT116 (CCL-247) carcinoma colorectal, a AGS (CRL-1739) adenocarcinoma gástrico, U2OS (-96 HTB) linhas de células de osteossarcoma, e MCF10A (CRL-10317), as células epiteliais não tumorigénicas foram adquiridos da ATCC ( Manassas, VA). solução salina tampão fosfato (PBS) e de Dulbecco modificado por Eagle Médium (DMEM) foram recebidos a partir de GIBCO BRL (Grand Island, NY). de soro de cavalo e meio DMEM-F12 foram de PAA Laboratories (Etobicoke, Ontário) e MediaTech (Manassas, VA), respectivamente. Tripsina-EDTA, meio de cultura celular RPMI-160, soro fetal de bovino (FBS), Alexa Fluor 594 faloidina, e Quant lo-kit de reagente de PicoGreen dsDNA foram de Invitrogen (Carlsbad, CA). factor de crescimento de fibroblastos básico (bFGF) e factor de crescimento epidérmico (EGF) foram de Lonza (Allendale, NJ). albumina de soro bovino (BSA) foi de Jackson ImmunoResearch (West Grove, PA). Alexa Fluor faloidina, CellTracker corante CMTPX vermelho, e kit de viabilidade celular Live /Morto eram de Molecular Probes (Life Technologies, Grand Island, NY). Paraformaldeído, 4,6-diamidino-2-fenilindole (DAPI), insulina, hidrocortisona, toxina da cólera, penicilina e estreptomicina foram recebidos a partir da Sigma-Aldrich. anticorpo de coelho monoclonal contra fatores de transcrição YAP /TAZ foi recebida de sinalização celular (Danvers, MA).

Macr�ero e peptídeo síntese